پیوندهای مفید
اخبار و اعلانات
آمار
| تعداد نشریات | 41 |
| تعداد شماره‌ها | 1,189 |
| تعداد مقالات | 10,218 |
| تعداد مشاهده مقاله | 19,253,402 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 13,303,808 |
استفاده از نانو رشتههای آمیلوئیدی بهعنوان یک بستر پروتئینی برای تثبیت آنزیم لیپاز باکتری سودوموناس سپاسیا | ||
| فصلنامه علمی زیست شناسی جانوری تجربی | ||
| مقاله 6، دوره 7، شماره 1، شهریور 1397، صفحه 55-72 اصل مقاله (1.4 M) | ||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||
| نویسندگان | ||
| امیر آراسته* 1؛ سمیرا وزیری2؛ محمد فضیلتی3؛ حبیب‌الله ناظم3 | ||
| 1استادیار، گروه زیست شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران | ||
| 2مربی، گروه زیست شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران | ||
| 3استاد، گروه زیست شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران | ||
| چکیده | ||
| چکیده آمیلوئیدها در شرایط غیرطبیعیکننده از پروتئینهای مختلف به وجود میآیند. سطح بسیار فعال، این مواد را بهعنوان بستری برای تثبیت آنزیم مناسب میسازد. هدف از این مطالعه تولید رشتههای آمیلوئیدی و بررسی امکان استفاده از آنها بهعنوان بستر برای تثبیت آنزیم بوده است. برای تولید حداکثر میزان آمیلوئید از روش پاسخ سطح1 استفاده شد و نتایج طیف سنجی کنگورد و دورنگنمایی دورانی2 با نرمافزار Design Expert 7 (Trial version) تحلیل شد و از میکروسکوپ الکترونی گذاره برای تایید حضور رشتههای آمیلوئیدی استفاده گردید. فرایند تثبیت با گلوتارالدهید و با ایجاد پلعرضی بین آنزیم و رشتههای آمیلوئیدی انجام شد و فاکتورهای سینتیکی در آنزیم آزاد و تثبیتشده شامل فعالیت، فعایت ویژه، دما و pH بهینه و پایداری حرارتی باهم مقایسه شدند. بیشترین میزان آمیلوئید پس از 6/72 ساعت بههم زدن آلبومین سرم گاوی با غلظت 35/4 میلیگرم بر میلیلیتر در بافر میکس سیترات-فسفات با 49/4=pH و دمای 80 درجه بهدست آمد و لیپاز تثبیتشده در فعالیت، فعالیت ویژه، Km و Vmax، دما و pH بهینه و پایداری حرارتی در دمای 40 درجه نسبت به لیپاز آزاد برتری سینتیکی نشان داد. رشتههای آمیلوئیدی بهعنوان موادی غنی از گروههای شیمیایی، میتوانند برای تثبیت آنزیمها مناسب باشند. این زمینه پروتئینی می‌تواند کاندیدای مناسبی در شرایط inVivo بهعنوان بستری زیستسازگار در تثبیت آنزیمها باشد. آمیلوئیدها با قطر کمتر از 100 نانومتر بهعنوان نانو مواد جدید، نهتنها باعث افزایش پایداری لیپاز میشوند، بلکه سایر خواص سینتیکی آن را بهعنوان یک نانو-ماتریکس جدید تقویت می‌کنند. | ||
| کلیدواژه‌ها | ||
| واژه‌های کلیدی: آلبومین سرم گاوی؛ بهینه‌سازی؛ آمیلوئید؛ لیپاز؛ تثبیت | ||
| عنوان مقاله [English] | ||
| Use of amyloid nano–fibrils as a protein scaffold for immobilization of lipase enzyme from Pseudomonas cepacia | ||
| نویسندگان [English] | ||
| Amir Arasateh1؛ Samira Vaziri2؛ Mohammad Fazilati3؛ Habib-ollah Nazem3 | ||
| 1Assistant Professor, Department of Biology, Payame Noor University, Tehran, Iran | ||
| 2Instructor, Department of Biology, Payame Noor University, Tehran, Iran | ||
| 3Professor, Department of Biology, Payame Noor University, Tehran, Iran | ||
| چکیده [English] | ||
| Abstract Amyloids are created from various proteins in denaturant conditions. Highly active surface, makes these materials suitable for enzyme immobilization. The aim of this research was to study the production of amyloid fibrils and investigate the possibility of using them as a matrix for enzyme immobilization. Response surface methodology (RSM) was used to generate the maximum amyloid content. The results of the Congored spectrometry and circular dichroism (CD) were analyzed by Design Expert 7 software (Trial version) and transmission electron microscopy was used to confirm the presence of amyloid fibrils. The immobilization was done by creating glutaraldehyde mediated crosslink of enzyme on the amyloid fibrils and kinetic factors including activity, specific activity, optimal temperature and pH and thermal stability were compared with the free enzyme. The highest amyloid content was obtained after 72.6 hours agitation of bovine serum albumin at 4.35 mg.ml-1 in mixed citrate–phosphate buffer pH=4.49 at 80 ºC and immobilized lipase was improved relative to free lipase in the case of activity, specific activity, Km and Vmax, optimal temperature and pH and thermal stability at 40 ºC. Amyloid fibrils as a rich material of chemical groups can be suitable for stabilization. This protein matrix can be a good inVivo candidate as a bio–compatible scaffold for enzyme immobilization. Amyloids with a diameter less than 100 nanometers, as new nano–materials, not only increase the stability of lipase but also enhance other kinetic properties as a new nano–matrix. | ||
| کلیدواژه‌ها [English] | ||
| Keywords: Amyloid, Bovine serum albumin, immobilization, lipase, Optimization | ||
| مراجع | ||
|
Arasteh, A.; Habibi-Rezaei, M.; Ebrahim-Habibi, A.; Moosavi-Movahedi, A. A.; (2012). Response surface methodology for optimizing the bovine serum albumin fibrillation. The Protein Journal; 31(6): 457-465.
Arosio, P.; Knowles, T. P.; Linse, S.; (2015). On the lag phase in amyloid fibril formation. Physical Chemistry Chemical Physics; 17(12): 7606-7618.
Borrelli, G.M.; Trono, D.; (2015). Recombinant lipases and phospholipases and their use as biocatalysts for industrial applications. International Journal of Molecular Sciences 16(9): 20774-20840.
Cao, S.-L.; Huang, Y.-M.; Li, X.-H.; Xu, P.; Wu, H.; Li, N.; Lou, W.-Y.; Zong, M.-H.; (2016). Preparation and characterization of immobilized lipase from Pseudomonas cepacia onto magnetic cellulose nanocrystals. Scientific Reports; 6: 20420.
Chan, H.-M.; Xiao, L.; Yeung, K.-M.; Ho, S.-L.; Zhao, D.; Chan, W.-H.; Li, H.-W.; (2012). Effect of surface-functionalized nanoparticles on the elongation phase of beta-amyloid (1–40) fibrillogenesis. Biomaterials; 33(18): 4443-4450.
Clark, T. B.; Ziółkowski, M.; Schatz, G. C.; Goodson III, T.; (2014). Two-photon and time-resolved fluorescence spectroscopy as probes for structural determination in amyloid-β peptides and aggregates. The Journal of Physical Chemistry B; 118(9): 2351-2359.
Dumri, K.; Hung Anh, D.; (2014). Immobilization of lipase on silver nanoparticles via adhesive polydopamine for biodiesel production. Enzyme Research; 14-20.
Fukuda, H.; Kondo, A.; Noda, H.; (2001). Biodiesel fuel production by transesterification of oils. Journal of bioscience and bioengineering 92(5): 405-416.
Guit, R.; Kloosterman, M.; Meindersma, G.; Mayer, M.; Meijer, E.; (1991). Lipase kinetics: Hydrolysis of triacetin by lipase from Candida cylindracea in a hollow‐fiber membrane reactor. Biotechnology and Bioengineering; 38(7): 727-732.
Hadizadeh, S. N.; Ranjbar, B.; Khajeh, K.; (2013). Isolation of Pseudomonas Aeruginosa Hr59 Lipase From Burn Infection and Optimization of Medium by Use of Box-Behnken Design (BBD); 26(2) 229-241.
Holm, N.K.; Jespersen, S.K.; Thomassen, L.V.; Wolff, T.Y.; Sehgal, P.; Thomsen, L.A.; Christiansen, G.; Andersen, C.B.; Knudsen, A.D.; Otzen, D.E.; (2007). Aggregation and fibrillation of bovine serum albumin. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Proteins and Proteomics; 1774(9): 1128-38.
Kim, D.-Y.; Shin, W.-S.; (2016). Functional improvements in bovine serum albumin–fucoidan conjugate through the Maillard reaction. Food Chemistry; 190: 974-981.
Kim, J., Jia, H.; Wang, P.; (2006). Challenges in biocatalysis for enzyme-based biofuel cells. Biotechnology Advances; 24(3): 296-308.
Kumar, V., Yedavalli, P.; Gupta, V.; Rao, N. M.; (2014). Engineering lipase A from mesophilic Bacillus subtilis for activity at low temperatures. Protein Engineering Design and Selection; 27(3): 73-82.
Lindberg, D.J.; Wranne, M.S.; Gatty, M.G.; Westerlund, F.; Esbjörner, E.K.; (2015). Steady-state and time-resolved Thioflavin-T fluorescence can report on morphological differences in amyloid fibrils formed by Aβ (1-40) and Aβ (1-42). Biochemical and Biophysical Research Communications 458(2): 418-423.
Luo, Q.; Hou, C.; Bai, Y.; Wang, R.; Liu, J.; (2016). Protein assembly: versatile approaches to construct highly ordered nanostructures. Chemical Reviews; 116(22): 13571-13632.
Maldonado, R.; Lopes, D.; Aguiar-Oliveira, E.; Kamimura, E.; Macedo, G.; (2017). A Review on Geotrichum Lipases: Production, Purification, Immobilization and Applications. Chemical and Biochemical Engineering Quarterly; 30(4): 439-454.
Maldonado, R.R.; Aguiar-Oliveira, E.; Fogaça, F.M.; Ramos, G.G.; Macedo, G.A.; Rodrigues, M.I.; (2015). Evaluation of partial purification and immobilization of lipase from Geotrichum candidum. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology; 4(3): 321-326.
Milani, E.; Poorazarang, H.; Khah, S.; Vakilian, H.; (2010). Optimization of inulin extraction from Helianthus tuberosus using response surface methodology (RSM). Iranian Food Science & Technology Research Journal; 6(3): 176-183.
Millucci, L.; Raggiaschi, R.; Franceschini, D.; Terstappen, G.; Santucci, A.; (2009). Rapid aggregation and assembly in aqueous solution of Aβ (25–35) peptide. Journal of Biosciences; 34(2): 293-303.
Nickpour, M.; Pazouki, M.; (2014). Synthesis and characteristics of mesoporous sol-gels for lipase immobilization. Int J Eng; 27: 1495-1502.
Pilkington, S.M.; Roberts, S.J.; Meade, S.J.; Gerrard, J.A.; (2010). Amyloid fibrils as a nanoscaffold for enzyme immobilization. Biotechnology Progress; 26(1): 93-100.
Ray, A.; (2012). Application of lipase in industry. Asian Journal of Pharmacy and Technology; 2(2): 33-37.
Ren, Y.; Rivera, J.G.; He, L.; Kulkarni, H.; Lee, D.-K.; Messersmith, P.B. (2011). Facile, high efficiency immobilization of lipase enzyme on magnetic iron oxide nanoparticles via a biomimetic coating. BMC Biotechnology; 11(1): 63.
Sakai, S.; Liu, Y.; Yamaguchi, T.; Watanabe, R.; Kawabe, M.; Kawakami, K.; (2010). Immobilization of Pseudomonas cepacia lipase onto electrospun polyacrylonitrile fibers through physical adsorption and application to transesterification in nonaqueous solvent. Biotechnology Letters; 32(8): 1059-1062.
Taha, M.; Quental, M.V.; Correia, I.; Freire, M.G.; Coutinhom J.A.; (2015). Extraction and stability of bovine serum albumin (BSA) using cholinium-based Good's buffers ionic liquids. Process Biochemistry; 50(7): 1158-1166.
Tokunaga, Y.; Matsumoto, M.; Sugimoto, Y.; (2015). Amyloid fibril formation from a 9 amino acid peptide, 55th–63rd residues of human lysozyme. International Journal of Biological Macromolecules; 80: 208-216.
Torres, M.D.P.G.; Foresti, M.L.; Ferreira, M.L.; (2013). Cross-linked enzyme aggregates (CLEAs) of selected lipases: a procedure for the proper calculation of their recovered activity. AMB Express; 3(1): 25.
Venkatesagowda, B.; Ponugupaty, E.; Barbosa, A.M.; Dekker, R.F.; (2012). Diversity of plant oil seed-associated fungi isolated from seven oil-bearing seeds and their potential for the production of lipolytic enzymes. World Journal of Microbiology and Biotechnology; 28(1): 71-80.
Wang, W.; Nema, S.; Teagarden, D.; (2010). Protein aggregation-Pathways and influencing factors. International Journal of Pharmaceutics; 390(2): 89-99.
Zare Baghi Abad, V.; Tabatabai Yazdi, F.; Mortazavi, S.; Varidi, M.; (2016). Isolation and identification of lipolytic yeasts from sesame meal of Yazd province and determination the potential of lipase production by them. Journal of Food Science & Technology; (2008-8787) 13(51).
Zhao, Z.Y.; Liu, J.; Hahn, M.; Qiao, S.; Middelberg, A.P.; He, L.; (2013). Encapsulation of lipase in mesoporous silica yolk–shell spheres with enhanced enzyme stability. RSC Advances; 3(44): 22008-22013.
| ||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 1,059 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 649 |
||